透皮吸收测试中透皮吸收实验的结果偏差原因分析与改进措施

透皮吸收实验是经皮给药系统（TDDS）研发与评价的核心环节，其结果直接影响制剂有效性、安全性及质量可控性的判断。然而，实验过程中常因皮肤样本、装置、操作等因素导致结果偏差，若未及时识别与修正，可能误导制剂处方优化或临床前评价。本文结合实验实践，系统分析透皮吸收结果偏差的关键原因，并提出针对性改进措施，为提升实验重复性与可靠性提供参考。

皮肤样本的个体与处理差异：偏差的核心来源

皮肤作为透皮吸收的生物屏障，其自身特性是结果偏差的首要因素。首先是样本来源差异：人类皮肤与动物皮肤（如大鼠、猪）的角质层厚度、脂质组成不同，例如猪耳皮肤的角质层结构接近人类，但大鼠皮肤的透皮速率通常是人类的2-3倍，若用大鼠皮肤替代人皮肤，可能高估药物透皮性。即使同一种属，不同部位（腹部vs背部）、年龄（婴儿vs老人）、性别（男性vs女性）的皮肤屏障功能也存在差异——背部皮肤角质层更厚，透皮速率低于腹部；老人皮肤脂质含量减少，屏障功能减弱，透皮速率可能升高。

其次是皮肤处理过程的影响：皮肤采集后若未及时冷冻（如室温放置超过2小时），会导致角质细胞结构破坏；冷冻保存时间过长（如-20℃保存超过3个月），脂质双层会发生结晶，影响屏障功能。此外，脱脂处理也是常见误区——过度使用乙醇或氯仿脱脂，会去除皮肤表面的皮脂膜与角质层脂质，导致屏障功能暂时受损，透皮速率异常升高。

改进措施需聚焦“标准化”：研发人用制剂时，优先选择新鲜或短期冷冻（≤1个月）的人类皮肤（如外科手术剩余皮肤）；若使用动物皮肤，需明确标注种属、部位并与人类数据对比。皮肤处理流程需严格控制：采集后立即用生理盐水冲洗去除血迹，-20℃以下冷冻保存；脱脂时改用温和的异丙醇，浸泡时间控制在5分钟内，避免破坏脂质结构。

实验装置的稳定性：透皮扩散池的选择与维护

Franz扩散池是透皮实验的主流装置，但装置本身的稳定性直接影响结果。首先是材质差异：塑料材质的扩散池易吸附亲脂性药物（如维A酸），导致接收液中药物浓度偏低；而玻璃材质虽无吸附问题，但需注意池体的光洁度——若内壁有划痕，会残留药物，影响下次实验。

其次是密封与搅拌问题：扩散池的O型圈若老化或安装不当，会导致接收液蒸发（尤其实验时间超过24小时），使药物浓度虚高；搅拌速度不足（<200rpm）会导致接收液形成浓度梯度，靠近皮肤一侧药物浓度高，远离一侧浓度低，取样时若未混匀，会导致结果波动。

改进重点在“装置校准与维护”：优先选择高硼硅玻璃材质的Franz扩散池，使用前用乙醇擦拭内壁去除残留；每次实验前检查O型圈的弹性与完整性，若出现裂纹或变形立即更换。搅拌系统需标准化：采用磁力搅拌子（直径5mm），转速设定为250±50rpm，实验过程中定期观察搅拌状态，避免搅拌子卡顿。

药物制剂的理化特性：剂型与处方的影响

药物与制剂的理化性质会直接影响透皮过程。药物层面：水溶性药物（如维生素C）若在接收液中溶解度低（如<10μg/mL），会违反“漏槽条件”（接收液药物浓度≤溶解度的10%），导致透皮速率随时间下降，结果偏低；logP值（脂水分配系数）异常也会引发偏差——logP>3的亲脂性药物易滞留于角质层，logP<1的水溶性药物难以穿透脂质双层，两者透皮速率均低于logP=2-3的药物。

制剂处方层面：透皮促进剂是常见变量——氮酮浓度过高（如>5%）会破坏角质层脂质双层，导致皮肤屏障“漏洞”，透皮速率骤升；基质类型也会影响药物释放——凝胶基质的亲水性强，若药物是亲脂性的，会延缓释放，而乳膏基质的油性成分可促进亲脂性药物扩散。

改进需围绕“匹配性”优化：首先验证漏槽条件——若药物在接收液（如磷酸盐缓冲液）中溶解度不足，可加入0.1%-0.5%的聚山梨酯80作为增溶剂，确保接收液浓度始终低于溶解度的10%。透皮促进剂需通过预实验确定最佳浓度：以氮酮为例，先设置1%、3%、5%三个浓度，选择透皮速率提升且皮肤完整性（如TEER值）无显著变化的浓度。基质选择需结合药物极性：亲脂性药物用油脂性基质（如凡士林），水溶性药物用水溶性基质（如卡波姆凝胶），避免药物与基质的相互作用。

实验操作的规范性：从样品加载到取样的细节控制

操作不规范是实验室常见的偏差来源，细节问题易被忽视。样品加载环节：若加载量过多（如每平方厘米皮肤加20mg乳膏），会导致药物在皮肤表面堆积，形成过高的浓度梯度，透皮速率偏高；若加载过少（<5mg），则可能未完全覆盖皮肤，导致局部透皮速率不均。

皮肤贴合环节：若皮肤与扩散池之间存在气泡（如贴合时未用玻璃棒滚动排除），会阻碍药物从制剂向皮肤表面扩散，导致该区域透皮速率为0，整体结果偏低。取样环节：取样时间点设定不合理（如前2小时每30分钟取样一次，之后每2小时一次），若药物达稳态时间是4小时，前2小时的取样结果会波动较大；取样时未补充等量接收液（如取1mL样品后未加1mL新鲜接收液），会导致接收液体积减少，浓度计算错误。

改进需强化“流程标准化”：样品加载量按皮肤面积计算，统一为每平方厘米10±2mg，用移液枪或定量勺精确取量；贴合皮肤时，将皮肤平铺于扩散池上，用玻璃棒从中心向边缘滚动，彻底排除气泡；取样方案需基于预实验（如先测定药物达稳态的时间），设定合理间隔（如0.5、1、2、4、6、8、12、24小时），取样后立即用移液枪补充等量37℃的新鲜接收液，确保体积恒定。

检测方法的准确性：从样品前处理到分析的误差控制

检测环节的误差会直接传导至最终结果。前处理方面：接收液中若含蛋白质（如用含血清的接收液），若未完全沉淀（如乙腈用量不足，与接收液比例1:1改为1:2），会导致药物与蛋白结合，回收率降低；若药物是挥发性的（如乙醇），前处理时加热挥干溶剂，可能导致药物损失。

分析方法方面：HPLC检测时，若流动相pH未优化（如药物是弱酸性，流动相pH=7），会导致峰形拖尾，积分误差增大；检测限过高（如>0.1μg/mL），无法检测到低浓度样品（如实验初期的透皮药物），导致结果缺失。标准曲线的线性范围也需注意——若样品浓度超出线性范围（如标准曲线是0.1-10μg/mL，而样品浓度是15μg/mL），会导致定量不准确。

改进需提升“方法可靠性”：前处理时，蛋白质沉淀用乙腈与接收液比例为2:1，涡旋3分钟，离心10分钟（10000rpm），确保蛋白完全沉淀；挥发性药物采用冷冻干燥法去除溶剂，避免加热损失。分析方法需验证：优化流动相pH（如弱酸性药物用pH=3的磷酸缓冲液），确保峰形对称；采用LC-MS/MS提高检测灵敏度（检测限可达0.01μg/mL）；标准曲线涵盖样品的预期浓度范围（如0.05-20μg/mL），并进行线性回归（R²≥0.999）。